Acétylation des histones
Les protéines les plus étudiées qui sont acétylées sur des résidus d’ε-lysine comprennent les histones H2A, H2B, Hg et H4, dans lesquelles la modification se produit à plusieurs sites dans les domaines de la queue amino-terminale, et les protéines HMG, qui se trouvent dans une variété d’eucaryotes, de la levure à l’homme. La caractéristique importante de l’acétylation des résidus ε-lysine est qu’elle est réversible. Les histones sont fréquemment soumises à des modifications post-traductionnelles qui comprennent l’acétylation, la méthylation et la phosphorylation de résidus spécifiques d’arginine, de lysine, d’histidine, de sérine et de thréonine. Ces modifications, dont beaucoup sont également réversibles, diminuent toutes les charges positives des structures de la queue des histones, altérant ainsi de manière significative la liaison histone-ADN et les interactions entre les nucléosomes et entre les histones et les protéines régulatrices. Les découvertes de la Gcn5p, la première histone acétyltransférase nucléaire (HAT), et de la première histone désacétylase (HDAC), ont établi que l’acétylation des histones est une étape de contrôle importante de la transcription. Certains des chapeaux nucléaires sont également bien connus et largement caractérisés en tant que facteurs de transcription. Sans surprise, l’acétylation des histones semble influencer d’autres processus, notamment la progression du cycle cellulaire, la dynamique des chromosomes, la réplication de l’ADN, la recombinaison et la réparation, le silençage et l’apoptose. Malgré une accumulation significative d’informations sur HATs, la compréhension du rôle moléculaire précis de l’acétylation des histones dans l’assemblage de la chromatine, l’accessibilité des facteurs de transcription et du remodelage des nucléosomes est encore difficile à comprendre.
Il y a plus de 20 chapeaux qui tombent dans plusieurs familles, énumérées dans le tableau 1. Tous les CHAPEAUX agissent d’une manière spécifique au site et spécifique aux histones, et la spécificité peut différer in vivo et in vitro; une telle diversité qui peut aider à expliquer pourquoi il y a tant de CHAPEAUX. Fait remarquable, certains chapeaux sont associés à d’autres chapeaux et coactivateurs, suggérant une couche de complexité qui n’est pas encore comprise. Il est important de noter, cependant, que l’équilibre à l’état d’équilibre de l’acétylation des histones semble exercer des effets différents sur différents gènes dans différents contextes. L’alignement des séquences d’acides aminés entourant les lysines modifiées dans les protéines acétylées et la mutagenèse de la protéine humaine d’importine-α Rch1 suggèrent que le motif de reconnaissance du CHAPEAU peut être GKXXP (dans le code d’acide aminé à une lettre, avec le résidu d’ε-lysine acétylé en gras).
Histones désacétylases
Un grand nombre de HDAC ont maintenant été identifiés, dont beaucoup agissent comme des corépresseurs de la transcription. Les désacétylases de levure Rpd3p et Hda1p sont recrutées par des protéines répressives en promoteurs, provoquant une désacétylation localisée de la chromatine. Les régions spécialisées de la chromatine, y compris les télomères, les centromères et les loci de type accouplement de levure silencieuse, sont transcriptionnellement inactives et forment des domaines hypoacétylés de type hétérochromatine (étroitement emballés). La formation d’hétérochromatine dans la levure est médiée par les protéines de silençage Sir2p, Sir3p et Sir4p; Sir2p s’est avéré avoir une activité HDAC. Fait intéressant, les désacétylases sont détectées dans certains complexes de remodelage de la chromatine, qui régulent les changements de la structure de la chromatine, ainsi que les chapeaux. On sait peu de choses sur la spécificité des HDACs, bien qu’il ait été constaté que les HDACi peuvent désacétyler non seulement les histones, mais également le facteur de transcription E2F1.
Acétylation des protéines HMG
Les protéines HMG sont une famille hétérogène de protéines chromosomiques non histones dont la fonction n’est toujours pas complètement comprise, malgré leur abondance et leur ubiquité. Un sous-ensemble de ces protéines contient le domaine HMG, un motif de liaison à l’ADN qui reconnaît l’ADN plié ou induit la flexion de l’ADN duplex linéaire. Deux modifications post-traductionnelles, à savoir la phosphorylation et l’acétylation, influencent les propriétés de liaison à l’ADN de HMG1. Cette protéine est acétylée de façon réversible au niveau des lysines conservées aux positions 2 et 11, et il a été montré que la monoacétylation au niveau de la lysine 2 de HMG1 augmente l’affinité de liaison de la protéine pour certains types d’ADN déformé. Cela indique l’implication possible de HMG1 dans la réparation de l’ADN, distincte de son rôle « architectural » dans les complexes nucléoprotéiques. En outre, HMG1 et HMG2 ont été impliqués dans les interactions protéine-protéine et il a été démontré qu’ils facilitent la liaison spécifique de protéines régulatrices – telles que les récepteurs des hormones stéroïdiennes, les protéines à domaine Hox et POU (facteurs de transcription du développement), p53 (un suppresseur de tumeur) et les facteurs de transcription basaux de liaison à la boîte TATA – à leurs séquences d’ADN cibles.
Acétylation des facteurs de transcription
Dans le noyau, l’ADN est étroitement conditionné en plusieurs ordres de structure sans accessibilité facile pour la machine de transcription. L’acétylation des résidus de lysine dans les histones, les protéines de type histone et les protéines non histones (telles que les facteurs de transcription) est récemment apparue comme un mécanisme majeur utilisé par la cellule pour surmonter les états réprimés de la chromatine. Plusieurs facteurs de transcription ont été identifiés comme substrats pour HATs, en particulier pour la protéine de liaison CREB HATs (CBP) et son homologue proche p300, qui sont des cofacteurs de la transcription de gènes activés par les récepteurs nucléaires, et le facteur associé p300/CBP (PCAF). Ces protéines de substrat comprennent les activateurs transcriptionnels E2F1-3 (impliqués dans la progression à travers la transition du cycle cellulaire G1 / S), P53, c-Jun (un facteur de transcription impliqué dans la réponse aux mitogènes), le facteur de transcription érythroïde de type Krüppel (EKLF), le coactivateur transcriptionnel GATA1 nécessaire à la différenciation des mégacaryocytes et des érythrocytes, le régulateur de différenciation spécifique au muscle MyoD, le produit du proto-oncogène c-myb, la protéine HMG HMGI (Y ), l’activateur de transcription régulé par le facteur des lymphocytes T TCF (qui est en aval des protéines de signalisation Wnt), le facteur nucléaire hépatocytaire HNF-4, les facteurs de transcription généraux TFIIEß et TFIIF, le facteur de transcription érythrocytaire NF-E2 (MafG) et le coactivateur du récepteur nucléaire de l’hormone stéroïde ACTR (et ses références). La liste des nouveaux substrats de CHAPEAU s’allonge rapidement. L’acétylation des facteurs de transcription peut altérer leur capacité à lier l’ADN (dans les cas de E2F1, p53, EKLF, GATA1 et HNF-4), à interagir avec d’autres protéines (c-Jun, TCF, ACTR et HNF-4) ou à rester dans le noyau (HNF-4). De plus, le PCAF, le p300 et le CBP peuvent s’autoacétyler, facilitant les réarrangements intramoléculaires entre la bromodomaïne (qui lie l’acétyl-lysine) et la (les) lysine(s) acétylée(s); cette interaction peut être importante pour l’activité HAT et pour le recrutement de complexes de remodelage en chromatine acétylée.
L’effet de l’acétylation sur la fonction protéique de liaison à l’ADN dépend de l’emplacement du site modifié dans la protéine. Dans le cas des facteurs de transcription p53, E2F1, EKLF et GATA-1, le site d’acétylation est situé directement à côté du domaine de liaison à l’ADN et l’acétylation stimule la liaison à l’ADN. En revanche, les lysines acétylées dans HMGI(Y) se trouvent dans le domaine de liaison à l’ADN et entraînent une perturbation de la liaison à l’ADN. Ainsi, l’acétylation ne stimule pas toujours la transcription.
L’acétylation affecte également les interactions protéine-protéine. Par exemple, l’association des récepteurs d’hormones stéroïdes nucléaires avec leur coactivateur ACTR est inhibée par acétylation. Apparemment, l’acétylation des histones génère un site de reconnaissance pour le bromodomaine, un motif conservé dans de nombreuses protéines, y compris les chapeaux. L’acétylation des histones peut précéder le recrutement d’activités de remodelage de la chromatine dépendantes de l’ATP pendant l’activation transcriptionnelle. En particulier, le HAT Gcn5p est impliqué dans la stabilisation de la liaison du complexe de remodelage de la chromatine SWI/ SNF à un promoteur, et cette interaction semble être médiée par le bromodomaine Gcn5p. Il existe des preuves, illustrées par le facteur de transcription E2F1, que l’acétylation augmente la demi-vie de la protéine.
L’acétylation des facteurs d’importation nucléaires
HATs peut également cibler d’autres protéines nucléaires. Un criblage d’un grand nombre de protéines impliquées dans différents processus cellulaires a permis d’identifier deux protéines d’importation nucléaires, Rch1 et importine-α7, comme substrats de l’acétyltransférase CBP. La réaction semblait être spécifique car un autre facteur d’importation nucléaire, l’importine-α3, n’était pas un substrat pour le CBP. Le p300 et le CBP peuvent tous deux médier l’acétylation du Rch1 et de l’importine-α7 in vivo, très probablement dans le noyau. Le résidu acétylé, ε-Lys22, se trouve à l’intérieur du site de liaison dans Rch1 pour l’autre facteur d’importation nucléaire, l’importine-β, et l’acétylation du site favorise l’interaction avec l’importine-β in vitro. Ainsi, il est possible que l’importation nucléaire soit réglementée par acétylation, médiée par les chapeaux p300/CBP.
Le ciblage des enzymes HAT sur leurs substrats est susceptible d’être important et peut jouer un rôle dans la régulation par d’autres voies de signalisation, comme l’indique la découverte que la phosphorylation de p53 stimule son acétylation, probablement en augmentant l’association de p53 avec p300. Certaines preuves indiquent que l’activité des CHAPEAUX est régulée par des signaux de prolifération et de différenciation, via la phosphorylation ou la signalisation hormonale. Par exemple, l’activité HAT du CBP est stimulée à la limite de la phase G1-S du cycle cellulaire, et l’acétylation hormonale de l’ACTR réprime la fonction du récepteur nucléaire. Ensemble, ces résultats ont conduit à l’hypothèse que l’acétylation est une modification régulatrice qui peut rivaliser avec la phosphorylation dans la signalisation cellulaire.
Acétylation de la tubuline
Les microtubules sont des structures cytosquelettiques cylindriques que l’on trouve dans presque tous les types de cellules eucaryotes et qui sont impliquées dans une grande variété de processus cellulaires, y compris la mitose, la motilité ciliaire et flagellaire, le transport intracellulaire des vésicules et des organites, et éventuellement dans la détermination de la morphologie de certaines cellules. La sous-unité structurelle des microtubules est la tubuline protéique de 100 kDa, constituée d’isoformes α et β qui forment des complexes hétérodimériques et s’associent tête-queue pour former des profilaments puis latéralement pour constituer les parois des microtubules cylindriques. Plusieurs types de modifications post-traductionnelles affectent la fonction de la tubuline, notamment l’acétylation, la phosphorylation, la polyglutamation, la polyglycylation et la détyrosination. La plupart de ces modifications sont réversibles et toutes, à l’exception de l’acétylation, se produisent au niveau des terminaisons carboxyliques très variables des sous-unités α et β de la tubuline.
La première preuve d’acétylation des tubulines a été obtenue avec une tubuline flagellaire de l’algue unicellulaire Polytomella. L’acétylation de la tubuline a depuis été observée chez les vertébrés, les insectes, les nématodes et les plantes, chez lesquels le groupe acétyle est attaché au groupe ε-amino de la lysine 40. L’α-tubuline acétyltransférase a été purifiée à partir de l’algue unicellulaire flagellée Chlamydomonas et du cerveau de mammifères et a montré une masse moléculaire de 62-67 kDa. Au cours de la purification de l’enzyme à partir de Chlamydomonas, des preuves ont été obtenues pour une désacétylase de tubuline et pour un inhibiteur de l’acétyltransférase α-tubuline. Chez Chlamydomonas, la tubuline acétyltransférase présente une double préférence pour la tubuline polymérisée par rapport à la tubuline soluble, mais dans les cellules HeLa, l’acétylation se produit principalement après polymérisation. Généralement, l’acétylation peut se produire rapidement – presque immédiatement – et la tubuline acétylée ne délimite donc pas nécessairement les anciens microtubules. Une certaine corrélation a été trouvée entre l’acétylation de l’α-tubuline et la stabilité des microtubules. Les microtubules acétylés résistent généralement au démontage induit par les médicaments, mais pas au démontage induit par le froid, bien que dans certaines cellules, un sous-ensemble de microtubules acétylés résiste au froid. Cependant, on ne sait toujours pas comment l’organisation spatiale intracellulaire des microtubules acétylés est déterminée. Certains facteurs peuvent limiter l’activité enzymatique de l’acétyltransférase à certains microtubules cellulaires et à des régions restreintes: les candidats pour de tels facteurs comprennent les protéines associées aux microtubules MAP1B, MAP2 et τ, qui améliorent ou inhibent l’interaction de l’acétyltransférase avec les microtubules. Une autre possibilité est que l’interaction des microtubules avec d’autres éléments cytosquelettiques ou organites régule l’activité enzymatique de l’acétyltransférase.
Le rôle des microtubules acétylés dans les cellules reste une question importante sans réponse. La tubuline acétylée n’est pas nécessaire à la survie, et un mutant du tétrahymène cilié avec de la lysine 40 remplacée par de l’arginine est indiscernable du type sauvage. Le clonage et l’analyse de l’α-tubuline acétyltransférase de 62-67 kDa mentionnée ci-dessus seront essentiels pour comprendre le rôle de l’acétylation de l’α-tubuline.